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<!DOCTYPE html>

<title>DNA-Extraktion</title>

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<h1 id="firstHeading" class="firstHeading mw-first-heading">DNA-Extraktion</h1>

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</div>

<div id="mw-content-text" class="mw-body-content mw-content-ltr" lang="de" dir="ltr"><div class="mw-content-ltr mw-parser-output" lang="de" dir="ltr">Eine DNA-Extraktion beschreibt die <a href="Extraktion_(Verfahrenstechnik)" class="mw-redirect" title="Extraktion (Verfahrenstechnik)">Extraktion</a> von <a href="DNA" class="mw-redirect" title="DNA">DNA</a> aus <a href="Zelle_(Biologie)" title="Zelle (Biologie)">Zellen</a>. Die DNA-Extraktion ist eine der Methoden zur <a href="DNA-Reinigung" title="DNA-Reinigung">DNA-Reinigung</a> und vermutlich die am häufigsten verwendete.

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Zellaufschluss">Zellaufschluss</h2></div>

Die DNA eines Organismus kann auf mehreren Wegen isoliert werden. Die meisten Verfahren beginnen mit einer Konzentration der Zellen durch <a href="Zentrifugation" class="mw-redirect" title="Zentrifugation">Zentrifugation</a> und einem für die jeweilige Gruppe geeigneten <a href="Zellaufschluss" title="Zellaufschluss">Zellaufschluss</a> des Zell-Niederschlags. So müssen z. B. bei <a href="Pflanzen" class="mw-redirect" title="Pflanzen">pflanzlichen</a>, <a href="Pilze" title="Pilze">pilzlichen</a> oder <a href="Bakterien" title="Bakterien">bakteriellen</a> Zellen, welche im Vergleich zu <a href="Tiere" class="mw-redirect" title="Tiere">tierischen</a> Zellen, <a href="Mycoplasma" class="mw-redirect" title="Mycoplasma">Mycoplasmen</a> und einigen <a href="Archaeen" title="Archaeen">Archaeenarten</a> zusätzlich zur <a href="Zellmembran" title="Zellmembran">Zellmembran</a> eine <a href="Zellwand" title="Zellwand">Zellwand</a> besitzen, meist zusätzliche enzymatische (z. B. <a href="Lysozym" title="Lysozym">Lysozym</a> bei Bakterien oder <a href="Proteinase_K" title="Proteinase K">Proteinase K</a> zur <a href="Proteolyse" title="Proteolyse">Proteolyse</a>) oder mechanische Zerkleinerungsschritte (<a href="Standmixer" title="Standmixer">Standmixer</a>) erfolgen. Bei der <a href="Plasmidpr%C3%A4paration" title="Plasmidpräparation">Plasmidpräparation</a> aus Bakterien wird oftmals als chemischer Zellaufschluss die <a href="Alkalische_Lyse" class="mw-redirect" title="Alkalische Lyse">alkalische Lyse</a> verwendet.<a href="#cite_note-Birnboim-1">[1]</a>

Nach einem Zellaufschluss folgt meist eine Klärung des Homogenates durch <a href="Filtration_(Trennverfahren)" title="Filtration (Trennverfahren)">Filtration</a> oder Zentrifugation. DNA aus <a href="Mitochondrien" class="mw-redirect" title="Mitochondrien">Mitochondrien</a> oder <a href="Chloroplasten" class="mw-redirect" title="Chloroplasten">Chloroplasten</a> können durch eine <a href="Zellfraktionierung" title="Zellfraktionierung">Zellfraktionierung</a> von der DNA des <a href="Zellkern" title="Zellkern">Zellkerns</a> getrennt werden. Für eine Isolierung extrachromosomaler DNA wie beispielsweise virale DNA wird die Hirt-Extraktion verwendet.<a href="#cite_note-2">[2]</a> Zur Entfernung der <a href="RNA" class="mw-redirect" title="RNA">RNA</a> kann ein <a href="RNase" class="mw-redirect" title="RNase">RNase</a>-Verdau durchgeführt werden.

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Extraktionen">Extraktionen</h2></div>

DNA ist ein <a href="Polarit%C3%A4t_(Chemie)" title="Polarität (Chemie)">polares</a> <a href="Biopolymer" title="Biopolymer">Biopolymer</a> mit relativ hoher <a href="Molare_Masse" title="Molare Masse">molarer Masse</a>, weshalb sie in unpolarer Umgebung (z. B. in <a href="Organisches_L%C3%B6sungsmittel" class="mw-redirect" title="Organisches Lösungsmittel">organischen Lösungsmitteln</a>) durch die verkleinerte <a href="Hydrath%C3%BClle" class="mw-redirect" title="Hydrathülle">Hydrathülle</a> und die daraus folgende Absenkung ihrer <a href="L%C3%B6slichkeit" title="Löslichkeit">Löslichkeit</a> <a href="F%C3%A4llung" title="Fällung">ausfällt</a>. Daneben ist DNA in sauren, wässrigen Lösungen unlöslich aufgrund des Desoxyribosephosphat-Rückgrates mit negativen Ladungen proportional zur Kettenlänge, denn bei niedrigen <a href="PH-Wert" title="PH-Wert">pH-Werten</a> sind die <a href="Phosphat" class="mw-redirect" title="Phosphat">Phosphatgruppen</a> und somit die negativen Ladungen der DNA mit <a href="Proton" title="Proton">Protonen</a> abgesättigt, wodurch die Hydrathülle sich ebenfalls verkleinert.

Die meisten DNA-Extraktionen basieren nach dem Zellaufschluss auf zwei unterschiedlichen Verfahren, der Zwei-<a href="Phase_(Materie)" title="Phase (Materie)">Phasen</a>-Extraktion oder der <a href="F%C3%A4llung" title="Fällung">Fällung</a>, letztere eventuell mit zusätzlicher selektiver <a href="Adsorption" title="Adsorption">Adsorption</a> an eine DNA-bindende Matrix. Die Extraktionsverfahren werden zum Teil auch miteinander kombiniert. Bei den folgenden Methoden folgt meistens eine abschließende Ethanolfällung. Es existieren verschiedene Kits zur DNA-Extraktion, mit unterschiedlichen Ausbeuten.<a href="#cite_note-3">[3]</a> Daneben gibt es verschiedene Varianten der Methoden je nach Ursprung der DNA, beispielsweise für pflanzliche,<a href="#cite_note-4">[4]</a><a href="#cite_note-DOI10.2307/1223408-5">[5]</a><a href="#cite_note-6">[6]</a><a href="#cite_note-7">[7]</a> pilzliche<a href="#cite_note-8">[8]</a><a href="#cite_note-9">[9]</a> oder bakterielle DNA.<a href="#cite_note-Marmur-10">[10]</a><a href="#cite_note-11">[11]</a><a href="#cite_note-12">[12]</a><a href="#cite_note-DOI10.1038/protex.2018.084-13">[13]</a>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Zwei-Phasen-Extraktion">Zwei-Phasen-Extraktion</h3></div>

Die Zwei-Phasen-Extraktion basiert auf der unterschiedlichen Verteilung von <a href="Biomolek%C3%BCl" class="mw-redirect" title="Biomolekül">Biomolekülen</a> in einer organischen Phase, einer wässrigen Phase und der dazwischenliegenden Interphase. Hierzu zählen z. B. die <a href="Phenol-Chloroform-Extraktion" title="Phenol-Chloroform-Extraktion">Phenol-Chloroform-Extraktion</a>, die Phenol-Chloroform-<a href="Isoamylalkohol" class="mw-redirect" title="Isoamylalkohol">Isoamylalkohol</a>-Extraktion (im Volumenverhältnis 25:24:1)<a href="#cite_note-14">[14]</a> und die Trizol-Extraktion.<a href="#cite_note-Sacchi-15">[15]</a> Die DNA sammelt sich bei der Extraktion nach Sacchi (mit Trizol, TRI Reagent, Trisure, STAT-60, RNAzol oder DNAzol<a href="#cite_note-16">[16]</a> als Handelsnamen und Varianten) in der Interphase, die <a href="RNA" class="mw-redirect" title="RNA">RNA</a> und die <a href="Kohlenhydrat" class="mw-redirect" title="Kohlenhydrat">Kohlenhydrate</a> in der wässrigen Phase und die <a href="Protein" title="Protein">Proteine</a> und die <a href="Lipid" class="mw-redirect" title="Lipid">Lipide</a> in der organischen Phase. Dabei sorgt das <a href="Chaotrop" class="mw-redirect" title="Chaotrop">Chaotrop</a> <a href="Guanidiniumthiocyanat" title="Guanidiniumthiocyanat">Guanidiniumthiocyanat</a> für eine <a href="Denaturierung_(Biochemie)" title="Denaturierung (Biochemie)">Denaturierung</a> aller Proteine, einschließlich <a href="Desoxyribonuklease" title="Desoxyribonuklease">DNasen</a>, <a href="Ribonuklease" class="mw-redirect" title="Ribonuklease">RNasen</a> und <a href="Peptidase" class="mw-redirect" title="Peptidase">Peptidasen</a>. Die Interphase wird mit einer <a href="Pipette" title="Pipette">Pipette</a> in ein neues Gefäß überführt. Anschließend wird die enthaltene DNA einer <a href="#Ethanolfällung">Ethanol</a>- oder Isopropanolfällung unterzogen. Vorteile der Zwei-Phasen-Extraktion sind geringe Kosten und keine Notwendigkeit einer Zentrifuge. Die Nachteile sind die Verwendung giftiger und flüchtiger Reagenzien bzw. die Notwendigkeit einer Laborabzugshaube sowie erhöhter Zeitbedarf.

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Adsorption_an_Silicagel">Adsorption an Silicagel</h3></div>

Bei dieser Fällungsmethode und <a href="Festphasenextraktion" title="Festphasenextraktion">Festphasenextraktion</a> wird die DNA in leicht saurer Umgebung an eine <a href="Station%C3%A4re_Phase" class="mw-redirect" title="Stationäre Phase">Matrix</a> aus <a href="Kieselgel" title="Kieselgel">Kieselgel</a> (<a href="Englische_Sprache" title="Englische Sprache">englisch</a> silica gel),<a href="#cite_note-Boom_1990-17">[17]</a><a href="#cite_note-Boom-18">[18]</a> <a href="Glas" title="Glas">Glaspuder</a>,<a href="#cite_note-19">[19]</a> <a href="Glasfaser" title="Glasfaser">Glasfaserfilter</a><a href="#cite_note-Borodina-20">[20]</a> oder Diethyl-Aminoethyl-Dextran (<a href="Dextran#Chromatographie" class="mw-redirect" title="Dextran">DEAE-Dextran</a>) <a href="Adsorption" title="Adsorption">adsorbiert</a>. Dabei kann auch selektiv einzel- und doppelsträngige DNA getrennt werden.<a href="#cite_note-21">[21]</a> Die Adsorption erfolgt unter DNA-fällenden Pufferbedingungen (mit Alkoholen und leicht saurem pH-Wert) bei Silica und Glasfaser über polare Wechselwirkungen, bei DEAE-Dextran durch <a href="Ionische_Bindung" title="Ionische Bindung">ionische</a> Wechselwirkungen. Die Probe kann mehrfach auf die Matrix aufgetragen werden, um die <a href="Ausbeute_(Chemie)" title="Ausbeute (Chemie)">Ausbeute</a> zu erhöhen. Anschließend wird die in der <a href="Chromatographie" title="Chromatographie">Chromatographiesäule</a> enthaltene Matrix mit chaotropen <a href="Puffer_(Chemie)" title="Puffer (Chemie)">Pufferlösungen</a> von den verunreinigenden DNA-bindenden Proteinen befreit. Die chaotropen Salze denaturieren die Proteine und halten sie in Lösung, während die DNA an der Matrix gebunden bleibt.<a href="#cite_note-Borodina-20">[20]</a> Bei einer chemischen <a href="Gelextraktion" title="Gelextraktion">Gelextraktion</a>, also der Extraktion von DNA aus <a href="Agarose-Gelelektrophorese" title="Agarose-Gelelektrophorese">Agarosegelen</a> durch Auflösung des Gels, wird oftmals als alternatives Chaotrop <a href="Natriumiodid" title="Natriumiodid">Natriumiodid</a> verwendet.<a href="#cite_note-22">[22]</a> Die <a href="Elution" title="Elution">Elution</a> der DNA von der Matrix erfolgt durch Zugabe von Wasser oder leicht basischem <a href="TRIS" class="mw-redirect" title="TRIS">Tris</a>-Puffer mit <a href="Ethylendiamintetraessigs%C3%A4ure" title="Ethylendiamintetraessigsäure">EDTA</a> (<a href="TE-Puffer" title="TE-Puffer">TE-Puffer</a>). Durch eine optionale zweite Elution wird die absolute extrahierte DNA-Menge zu Lasten der Konzentration erhöht. Nach der Elution der DNA von der Kieselgel-Matrix folgt meistens ebenfalls die Ethanolfällung. Vorteile der Adsorption sind der geringere Zeitaufwand und keine Notwendigkeit einer <a href="Abzug_(Labor)" title="Abzug (Labor)">Abzugshaube</a>. Nachteile sind höhere Kosten und die Notwendigkeit einer <a href="Zentrifuge" title="Zentrifuge">Zentrifuge</a>. Es gibt Säulen, die zentrifugiert, durch Erdgravitation sedimentiert oder mit <a href="Vakuum" title="Vakuum">Vakuum</a> abgesaugt werden. Bei magnetischen Varianten wird die Zentrifuge vermieden, indem die Matrix magnetische Partikel enthält, die mit einem <a href="Magneten" class="mw-redirect" title="Magneten">Magneten</a> sedimentiert werden können.<a href="#cite_note-23">[23]</a>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Lyse_durch_Kochen">Lyse durch Kochen</h3></div>

Bei einer Lyse durch Kochen (engl. boiling lysis) werden bakterielle Zellen kurze Zeit nach Zugabe von <a href="Lysozym" title="Lysozym">Lysozym</a> und <a href="Triton_X-100" class="mw-redirect" title="Triton X-100">Triton X-100</a> für 45 Sekunden gekocht, anschließend werden mit einem sterilen Zahnstocher die <a href="Denaturierung_(Biochemie)" title="Denaturierung (Biochemie)">verklumpten</a> Zelltrümmer (mit dem Großteil der chromosomalen DNA) entfernt.<a href="#cite_note-24">[24]</a><a href="#cite_note-25">[25]</a> Nach einer Zentrifugation wird der nun geklärte Überstand einer Ethanolfällung unterzogen. Diese Methode wird meistens zur <a href="Plasmidisolation" class="mw-redirect" title="Plasmidisolation">Plasmidisolation</a> aus Bakterien verwendet, da die chromosomale DNA mit anderen Bestandteilen verklumpt. Diese Methode eignet sich bei erhöhter Probenanzahl, erzeugt jedoch eine vergleichsweise etwas geringere Ausbeute und Reinheit, da Plasmide teilweise mit den verklumpten Bestandteilen entfernt werden und keine selektive Entfernung der Proteine erfolgt.

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="CTAB-Fällung">CTAB-Fällung</h3></div>

RNA und DNA bilden (ebenso wie anionische Polysaccharide) mit <a href="Kationisches_Tensid" class="mw-redirect" title="Kationisches Tensid">kationischen Tensiden</a> Komplexe.<a href="#cite_note-26">[26]</a> In höheren Salzkonzentrationen (> 0,5 M, meist 1,4 M <a href="Natriumchlorid" title="Natriumchlorid">NaCl</a>) bildet CTAB mit Polysacchariden Komplexe, die später selektiv entfernt werden können.<a href="#cite_note-Heikrujam-27">[27]</a> Die CTAB-Fällung nutzt die Extraktion von DNA mit <a href="Cetyltrimethylammoniumbromid" title="Cetyltrimethylammoniumbromid">Cetyltrimethylammoniumbromid</a> (CTAB), welche anschließend mit einer Chloroform-Extraktion und der Ethanolfällung kombiniert wird.<a href="#cite_note-28">[28]</a> Sie wird meistens bei pflanzlichen Zellen angewendet.<a href="#cite_note-Heikrujam-27">[27]</a> Nach einer Zerkleinerung im <a href="M%C3%B6rser_(Werkzeug)" title="Mörser (Werkzeug)">Mörser</a> erfolgt der Zellaufschluss durch Zugabe von CTAB, <a href="Polyvinylpyrrolidon" title="Polyvinylpyrrolidon">Polyvinylpyrrolidon</a> (zur Bindung von <a href="Polyphenole" title="Polyphenole">Polyphenolen</a>) und <a href="Mercaptoethanol" title="Mercaptoethanol">Mercaptoethanol</a> (zur Spaltung von <a href="Disulfidbr%C3%BCcke" title="Disulfidbrücke">Disulfidbrücken</a> in Proteinen) in einem <a href="TRIS-Puffer" class="mw-redirect" title="TRIS-Puffer">TRIS-Puffer</a> bei einem pH-Wert von 8. Anschließend erfolgt meistens eine Erhitzung auf über 65 °C zur Deaktivierung von DNAsen und eine Chloroform-Isoamylalkohol- (Volumenverhältnis 24:1) oder eine Chloroform-<a href="Octanol" class="mw-redirect" title="Octanol">Octanol</a>-Extraktion (Volumenverhältnis 24:1),<a href="#cite_note-Heikrujam-27">[27]</a> bei der die DNA aufgrund des basischen pH-Werts in der wässrigen Phase verbleibt. Die wässrige Phase wird in einem neuen Reaktionsgefäß einer Ethanolfällung unterzogen. Analog erfolgt auch die Extraktion mit <a href="Catrimox-14" class="mw-redirect" title="Catrimox-14">Catrimox-14</a>, eine Methode der <a href="RNA-Extraktion" title="RNA-Extraktion">RNA-Extraktion</a>.

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Ethanolfällung">Ethanolfällung</h2></div>

Bei der Ethanol- oder Isopropanolfällung wird die DNA unter leicht sauren Bedingungen (pH 5,2) in einer weniger <a href="Polarit%C3%A4t_(Chemie)" title="Polarität (Chemie)">polaren</a> (alkoholischen) Umgebung aufgrund der Verringerung der <a href="L%C3%B6slichkeit" title="Löslichkeit">Löslichkeit</a> ausgefällt.<a href="#cite_note-Zeugin-29">[29]</a> Wasser besitzt eine <a href="Dielektrizit%C3%A4tskonstante" class="mw-redirect" title="Dielektrizitätskonstante">Dielektrizitätskonstante</a> von 80,1 bei 25 °C, während diejenige von Ethanol bei etwa 24,3 liegt. Durch die Zugabe von Ethanol wird der DNA Wasser entzogen, wodurch die Löslichkeit sinkt. Der niedrige pH-Wert bei der Ethanolfällung wird durch die Zugabe von saurer <a href="Kaliumacetat" title="Kaliumacetat">Kaliumacetat</a>- oder <a href="Natriumacetat" title="Natriumacetat">Natriumacetat</a>-Lösung erzielt. Dies hält die sonst negativ geladene DNA in einem teilweise protonierten, teilweise mit Kalium- oder Natriumionen gesättigten und ungeladenen Zustand, wodurch die Löslichkeit weiter gesenkt wird. Bei einer alternativen Verwendung von <a href="Ammoniumacetat" title="Ammoniumacetat">Ammoniumacetat</a> können die Proteine vor der Ethanolzugabe separat gefällt und durch einen zusätzlichen Zentrifugationsschritt abgetrennt werden, was eine Extraktion von Plasmid-DNA ohne eine Verwendung von Silica erlaubt.<a href="#cite_note-30">[30]</a>

Nach Zugabe des Ethanols und der Kaliumacetatlösung wird der Versuchsansatz für 15 min. bei 10.000 g zentrifugiert. Bei niedrigen DNA-Konzentrationen oder kurzen DNA-Fragmenten können als Fällungshilfe <a href="Polymer" title="Polymer">Polymere</a> wie z. B. <a href="Glykogen" title="Glykogen">Glykogen</a>, <a href="TRNA" title="TRNA">tRNA</a> oder insbesondere lineares <a href="Polyacrylamid" title="Polyacrylamid">Polyacrylamid</a> hinzugegeben werden.<a href="#cite_note-Li-31">[31]</a><a href="#cite_note-Maixner-32">[32]</a><a href="#cite_note-PMID2326177-33">[33]</a> Bei Nukleinsäuren unter 150 Basen oder Basenpaaren wird empfohlen, die Fällung bei −20 °C über Nacht mit Natriumacetat, <a href="Magnesiumchlorid" title="Magnesiumchlorid">Magnesiumchlorid</a> und dem dreifachen Volumen an Ethanol und die Zentrifugation bei über 21.000 g durchzuführen.<a href="#cite_note-Li-31">[31]</a> Der Überstand wird nach der Zentrifugation abgenommen und verworfen. Meistens wird im Anschluss 70%iges Ethanol als Waschlösung zugesetzt, erneut zentrifugiert und der Überstand wieder verworfen. Dadurch wird die DNA entsalzt und von Resten an Extraktionsreagenzien befreit. Der Niederschlag (und etwas DNA an der Gefäßwand gegenüber dem Rotormittelpunkt) wird getrocknet und anschließend in TE-Puffer gelöst. Da die Ethanolfällung relativ unsauber trennt und einige Proteine, <a href="Polysaccharide" title="Polysaccharide">Polysaccharide</a> und RNA gleichzeitig mit der DNA präzipitieren, wird sie meist nur als abschließender Reinigungsschritt und mehrfach hintereinander an derselben Probe eingesetzt.

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Endotoxinentfernung">Endotoxinentfernung</h2></div>

In manchen Fällen muss die DNA von kontaminierenden <a href="Endotoxin" title="Endotoxin">Endotoxinen</a> befreit werden, z. B. zur Vermeidung einer Aktivierung des <a href="Toll-like_Rezeptor" class="mw-redirect" title="Toll-like Rezeptor">TLR-4</a> bei einer Anwendung gereinigter Plasmid-DNA in TLR4-positiven Organismen. Hierzu werden unter anderem die Zwei-Phasen-Wolkenpunktextraktion mit <a href="Octylphenolethoxylate" title="Octylphenolethoxylate">Triton-X114</a> oder die <a href="Chromatographie" title="Chromatographie">Chromatographie</a> verwendet,<a href="#cite_note-34">[34]</a><a href="#cite_note-35">[35]</a> beide Methoden nacheinander<a href="#cite_note-36">[36]</a><a href="#cite_note-37">[37]</a> oder in Kombination.<a href="#cite_note-38">[38]</a>

Die Wolkenpunktextraktion basiert auf der Phasentrennung einer einprozentigen (m/V) Triton-X114-Lösung oberhalb von 22 °C oder nach der Zugabe von <a href="Salze" title="Salze">Salzen</a> und <a href="Natriumlaurylsulfat" title="Natriumlaurylsulfat">Natriumlaurylsulfat</a>.<a href="#cite_note-39">[39]</a>

Als Material in einer Chromatographiesäule zur Endotoxinentfernung wird unter anderem <a href="Hydroxylapatit" title="Hydroxylapatit">Hydroxylapatit</a>, <a href="Polystyrol" title="Polystyrol">Polystyrol</a>, Dowex 1-X2 (stark basischer An<a href="Ionenaustauscher" title="Ionenaustauscher">ionenaustauscher</a>), <a href="Aktivkohle" title="Aktivkohle">Aktivkohle</a> oder <a href="Polymyxine" title="Polymyxine">Polymyxin-B</a>-modifiziertes Säulenmaterial verwendet.<a href="#cite_note-40">[40]</a><a href="#cite_note-41">[41]</a>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Quantifizierung">Quantifizierung</h2></div>

Die Mengenbestimmung gereinigter DNA erfolgt am einfachsten per <a href="Photometrie" title="Photometrie">Photometrie</a>. Soll dagegen die Menge einer bestimmten <a href="DNA-Sequenz" class="mw-redirect" title="DNA-Sequenz">DNA-Sequenz</a> in einer Mischung von DNA-Sequenzen bestimmt werden, kommt meistens die <a href="QPCR" class="mw-redirect" title="QPCR">QPCR</a> zum Einsatz. Bei der Photometrie entspricht eine <a href="Extinktion_(Optik)" title="Extinktion (Optik)">Extinktion</a> E von 1 einer gereinigten DNA-Lösung bei doppelsträngiger DNA und einer <a href="Wellenl%C3%A4nge" title="Wellenlänge">Wellenlänge</a> von 260 nm einer <a href="Konzentration_(Chemie)" title="Konzentration (Chemie)">Konzentration</a> von 50 Mikrogramm pro Milliliter, bei einzelsträngiger RNA entspricht dies 40 Mikrogramm pro Milliliter und bei einzelsträngiger DNA 33 Mikrogramm pro Milliliter.<a href="#cite_note-Hennig-42">[42]</a>

<th>Nukleinsäure</th>

<th>E260 nm = 1 entspricht<a href="#cite_note-Hennig-42">[42]</a>

</th></tr>

<tr>

<td>dsDNA</td>

<td>50 μg/ml

</td></tr>

<tr>

<td>ssRNA</td>

<td>40 μg/ml

</td></tr>

<tr>

<td>ssDNA</td>

<td>33 μg/ml

</td></tr></tbody></table>

Bei einzelsträngigen <a href="Oligonukleotid" class="mw-redirect" title="Oligonukleotid">Oligonukleotiden</a> kann die entsprechende Konzentration anhand der Anzahl der verschiedenen <a href="Nukleinbase" class="mw-redirect" title="Nukleinbase">Nukleinbasen</a> (<var>n</var>A für die Anzahl an <a href="Adenin" title="Adenin">Adeninen</a>) berechnet werden:<a href="#cite_note-Stephenson-43">[43]</a>

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<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle c{\text{ in nmol/ml}}={\frac {E_{260\,\mathrm {nm} }\cdot 100}{(1{,}54\cdot n_{\mathrm {A} })+(0{,}75\cdot n_{\mathrm {C} })+(1{,}17\cdot n_{\mathrm {G} })+(0{,}92\cdot n_{\mathrm {T} })}}}</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/fb6a21b0835e38029e3d4d4bebf44830eae8e017.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -2.671ex; width:67.24ex; height:6.176ex;" alt="{\displaystyle c{\text{ in nmol/ml}}={\frac {E_{260\,\mathrm {nm} }\cdot 100}{(1{,}54\cdot n_{\mathrm {A} })+(0{,}75\cdot n_{\mathrm {C} })+(1{,}17\cdot n_{\mathrm {G} })+(0{,}92\cdot n_{\mathrm {T} })}}}" loading="lazy">

Die Berechnung des <a href="Extinktionskoeffizient" title="Extinktionskoeffizient">Extinktionskoeffizienten</a> kann für einzelsträngige und doppelsträngige DNA mit der <a href="Nearest-Neighbor-Heuristik" title="Nearest-Neighbor-Heuristik">Nearest-Neighbor-Heuristik</a> erfolgen.<a href="#cite_note-44">[44]</a> Ein Extinktionskoeffizient erlaubt die Bestimmung der Konzentration ohne <a href="Standardreihe" class="mw-redirect" title="Standardreihe">Standardreihe</a> nach dem <a href="Lambert-Beersches_Gesetz" class="mw-redirect" title="Lambert-Beersches Gesetz">Lambert-Beerschen Gesetz</a>. Der Extinktionskoeffizient <var>ϵ</var> bei einer Wellenlänge von 260 nm berechnet sich wie folgt:<a href="#cite_note-Couvreur-45">[45]</a>

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<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle \epsilon _{260\,\mathrm {nm} }{\text{ in }}{\frac {1}{M\cdot \mathrm {cm} }}=(15{,}34\cdot n_{\mathrm {A} }+12{,}16\cdot n_{\mathrm {G} }+8{,}7\cdot n_{\mathrm {T} }+7{,}6\cdot n_{\mathrm {C} })\cdot 0{,}9\cdot 10^{3}}</annotation>

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</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/e25acfcc4c43dec1757d6a5602f20f73a6e5800b.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -1.838ex; width:75.134ex; height:5.176ex;" alt="{\displaystyle \epsilon _{260\,\mathrm {nm} }{\text{ in }}{\frac {1}{M\cdot \mathrm {cm} }}=(15{,}34\cdot n_{\mathrm {A} }+12{,}16\cdot n_{\mathrm {G} }+8{,}7\cdot n_{\mathrm {T} }+7{,}6\cdot n_{\mathrm {C} })\cdot 0{,}9\cdot 10^{3}}" loading="lazy">

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Reinheit">Reinheit</h3></div>

Das Verhältnis aus der Extinktion bei 260 nm und der Extinktion bei 280 nm wird als Indikator der Reinheit der DNA verwendet. Proteine absorbieren relativ stark bei 280 nm aufgrund der enthaltenen Aminosäuren <a href="Phenylalanin" title="Phenylalanin">Phenylalanin</a>, <a href="Tyrosin" title="Tyrosin">Tyrosin</a> und <a href="Tryptophan" title="Tryptophan">Tryptophan</a>. Reine DNA besitzt ein Verhältnis der Extinktionen von zwei, eine reine Proteinprobe liegt dagegen bei 0,57. Da aber der Extinktionskoeffizient von Proteinen über eine Zehnerpotenz niedriger als der von DNA liegt,<a href="#cite_note-Surzycki-46">[46]</a> bedeutet ein Verhältnis von 1,9 einen Proteinanteil von 40 % und ein Verhältnis von 1,8 einen Proteinanteil von 60 %.<a href="#cite_note-47">[47]</a> Eine Berechnung der DNA-Konzentration anhand des Extinktionskoeffizienten ist ohne eine Berücksichtigung der Reinheit daher nur bei einem Verhältnis von 2 sinnvoll.

<th>% Protein</th>

<th>% Nukleinsäure</th>

<th>E260 nm/E280 nm

</th></tr>

<tr>

<td>0,57

</td></tr>

<tr>

<td>1,06

</td></tr>

<tr>

<td>1,32

</td></tr>

<tr>

<td>1,73

</td></tr>

<tr>

<td>1,8

</td></tr>

<tr>

<td>1,9

</td></tr>

<tr>

<td>1,94

</td></tr>

<tr>

<td>1,98

</td></tr>

<tr>

<td>1,99

</td></tr>

<tr>

<td>2,00

</td></tr></tbody></table>

Eine Möglichkeit zur Berechnung der Konzentration unter Einbeziehung der Reinheit erfolgt nach folgender Formel, mit R als Verhältnis der Extinktionen bei 260 nm und 280 nm:<a href="#cite_note-Surzycki-46">[46]</a><a href="#cite_note-48">[48]</a>

</mrow>

<mfrac>

<mrow>

<msub>

</mrow>

</msub>

<msub>

</mrow>

</msub>

</mrow>

</mrow>

<mrow>

<msub>

</mrow>

</msub>

<msub>

</mrow>

</msub>

</mrow>

</mrow>

</mfrac>

</mrow>

</mstyle>

</mrow>

<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle c{\text{ in µg/mL}}={\frac {E_{\mathrm {260\,nm} }-E_{\mathrm {280\,nm} }/R}{\epsilon _{\mathrm {260\,nm} }-\epsilon _{\mathrm {280\,nm} }/R}}}</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/0bba450042a29b4d3b194532ae118cf7134e3b8c.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -2.671ex; width:35.106ex; height:6.509ex;" alt="{\displaystyle c{\text{ in µg/mL}}={\frac {E_{\mathrm {260\,nm} }-E_{\mathrm {280\,nm} }/R}{\epsilon _{\mathrm {260\,nm} }-\epsilon _{\mathrm {280\,nm} }/R}}}" loading="lazy">

Durch Einsetzen der Extinktionskoeffizienten ergibt sich:<a href="#cite_note-Surzycki-46">[46]</a>

</mrow>

<msub>

</mrow>

</msub>

<msub>

</mrow>

</msub>

</mstyle>

</mrow>

<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle c{\text{ in µg/mL}}=70\cdot E_{\mathrm {260\,nm} }-40\cdot E_{\mathrm {280\,nm} }}</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/501de298da19a8983ed3fcd8b40dc37bccefa6d9.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -1.171ex; width:39.351ex; height:3.343ex;" alt="{\displaystyle c{\text{ in µg/mL}}=70\cdot E_{\mathrm {260\,nm} }-40\cdot E_{\mathrm {280\,nm} }}" loading="lazy">

Wo technisch verfügbar, ist es sinnvoller das Verhältnis der Extinktionen bei 260 nm und 234 nm als Reinheitsindikator zu verwenden.<a href="#cite_note-Surzycki-46">[46]</a> Bei 234 nm absorbiert DNA wenig im Vergleich zu 280 nm, aber die <a href="Peptidbindung" title="Peptidbindung">Peptidbindung</a> der Proteine relativ stark. Da die Extinktionskoeffizienten für Protein bei 234 nm nur 1,5- bis 1,8-fach niedriger als die von DNA liegen, ist dieses Maß empfindlicher für Proteinverunreinigungen.<a href="#cite_note-Surzycki-46">[46]</a> Analog kann die Konzentration unter Einbeziehung der Reinheit nach folgender Formel berechnet werden:<a href="#cite_note-Surzycki-46">[46]</a>

</mrow>

</mrow>

<msub>

</mrow>

</msub>

</mrow>

<msub>

</mrow>

</msub>

</mstyle>

</mrow>

<annotation encoding="application/x-tex">{\displaystyle c{\text{ in µg/mL}}=52{,}6\cdot E_{\mathrm {260\,nm} }-5{,}24\cdot E_{\mathrm {234\,nm} }}</annotation>

</semantics>

</math><img src="./_assets_/eb734a37dd21ce173a46342d1cc64c92/b31bdc5ec4a273b938e47c1e5eedbf6a94de4296.svg" class="mwe-math-fallback-image-inline mw-invert skin-invert" aria-hidden="true" style="vertical-align: -1.171ex; width:42.97ex; height:3.343ex;" alt="{\displaystyle c{\text{ in µg/mL}}=52{,}6\cdot E_{\mathrm {260\,nm} }-5{,}24\cdot E_{\mathrm {234\,nm} }}" loading="lazy">

<caption>Tabelle potentieller Kontaminationen<a href="#cite_note-49">[49]</a>

</caption>

<th scope="col" style="width:10%">Verhältnis

</th>

<th scope="col" style="width:38%">Niedriger Wert

</th>

<th scope="col" style="width:62%">Hoher Wert

</th></tr>

<tr>

<td>A260/A230

</td>

<td>

<ul><li>Kohlenhydrate (oftmals bei Pflanzenmaterial)</li>

<li>Phenolreste aus der Extraktion</li>

<li>Guanidinreste (oftmals in säulenbasierten Kits)</li>

<li>Glykogenreste (als Fällungshilfe)</li></ul>

</td>

<td>

<ul><li>Nullwert bei verschmutztem Photometer</li>

<li>Ungeeignete Lösung beim Nullwert (sollte gleichen pH-Wert und Ionenstärke haben)</li></ul>

</td></tr>

<tr>

<td>A260/A280

</td>

<td>

<ul><li>Phenolreste oder Ähnliches aus der Extraktion</li>

<li>Sehr niedrige Nukleinsäure-Konzentration (< 10 ng/μl)</li></ul>

</td>

<td>

<ul><li>RNA-Reste</li>

<li>Hohe Verhältnisse 260/280 sind unproblematisch</li></ul>

</td></tr></tbody></table>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Geschichte">Geschichte</h2></div>

Die erste Extraktion von DNA wurde 1869 von <a href="Friedrich_Miescher" title="Friedrich Miescher">Friedrich Miescher</a> durchgeführt.<a href="#cite_note-50">[50]</a> Ab 1951 wurde erstmals von E. Volkin und C. E. Carter das Chaotrop <a href="Guanidiniumchlorid" class="mw-redirect" title="Guanidiniumchlorid">Guanidiniumchlorid</a> zur Denaturierung von Proteinen mit anschließender Chloroform-Extraktion der RNA und Ethanolfällung eingesetzt,<a href="#cite_note-51">[51]</a> ab 1963 wurde es von R. Cox und H. Arnstein bei der RNA-Extraktion eingesetzt.<a href="#cite_note-52">[52]</a> Die Zwei-Phasen-Extraktion, auf der die drei heutigen Methoden zur Zwei-Phasen-Extraktion basieren, entstammt einer Extraktionsmethode mit Methanol und Chloroform, welche 1959 für Lipide entwickelt wurde.<a href="#cite_note-53">[53]</a> Phenol wurde erstmals 1953 von W. Grassman und G. Deffner zur denaturierenden Proteinextraktion eingesetzt,<a href="#cite_note-54">[54]</a> ab 1956 wurde Phenol von K. Kirby zur RNA-Extraktion eingesetzt.<a href="#cite_note-55">[55]</a> Die Verwendung des Chaotrops Guanidiniumthiocyanat wurde erstmals 1977 von <a href="Axel_Ullrich" title="Axel Ullrich">A. Ullrich</a> und Kollegen erwähnt und 1979 von J. Chirgwin und Kollegen beschrieben.<a href="#cite_note-56">[56]</a><a href="#cite_note-57">[57]</a> H. Birnboim und J. Doly kombinierten ab 1979 die Alkalische Lyse von Bakterienzellen mit der DNA-Extraktion.<a href="#cite_note-Birnboim-1">[1]</a> Im Jahr 1981 beschrieben James R. Feramisco und Kollegen eine RNA-Extraktion mit Guanidiniumthiocyanat und heißem Phenol.<a href="#cite_note-58">[58]</a> J. Zeugin und J. Hartley veröffentlichten 1985 die heutige Variante der Ethanolfällung.<a href="#cite_note-Zeugin-29">[29]</a> Piotr Chomczynski und Nicoletta Sacchi verwendeten 1987 erstmals Guanidiniumthiocyanat und sauren pH-Wert in Kombination mit der Zwei-Phasen-Extraktion zur Denaturierung und Lösungsvermittlung der Proteine während der Extraktion und getrennten Fällung von DNA und RNA, wodurch eine auch weniger abgebaute RNA erhalten wurde.<a href="#cite_note-Sacchi-15">[15]</a> Im Jahr 1989 wurde die selektive Adsorption von DNA und ihre <a href="Festphasenextraktion" title="Festphasenextraktion">Festphasenextraktion</a> von Randy M. McCormick beschrieben<a href="#cite_note-59">[59]</a> und 1990 von R. Boom modifiziert.<a href="#cite_note-Boom_1990-17">[17]</a> Um höhere Reinheiten zu erreichen, wurde 1998 von Meijer und Kollegen eine Kombination aus Zwei-Phasen-Extraktion und Silicaadsorption entwickelt.<a href="#cite_note-60">[60]</a>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Literatur">Literatur</h2></div>

<ul><li><a href="Friedrich_Lottspeich" title="Friedrich Lottspeich">Friedrich Lottspeich</a>, Haralabos Zorbas: Bioanalytik. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 1998, ISBN 978-3-8274-0041-3.</li>

<li>Cornel Mülhardt: <a href="Der_Experimentator" title="Der Experimentator">Der Experimentator</a>: Molekularbiologie/Genomics. Sechste Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2008, ISBN 3-8274-2036-9.</li>

<li><a href="Joseph_Sambrook" title="Joseph Sambrook">J. Sambrook</a>, <a href="Thomas_Maniatis" class="mw-redirect" title="Thomas Maniatis">T. Maniatis</a>, D. W. Russel: Molecular cloning: a laboratory manual. 3rd edition (2001), <a href="Cold_Spring_Harbor_Laboratory" title="Cold Spring Harbor Laboratory">Cold Spring Harbor Laboratory</a> Press. ISBN 0-87969-577-3.</li></ul>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Weblinks">Weblinks</h2></div>

<div class="sisterproject" style="margin:0.1em 0 0 0;"><div class="noresize noviewer" style="display:inline-block; line-height:10px; min-width:1.6em; text-align:center;" aria-hidden="true" role="presentation"></div><a class="external text" href="https://commons.wikimedia.org/wiki/Category:DNA_extraction?uselang=de">Commons: DNA-Extraktion</a> – Sammlung von Bildern, Videos und Audiodateien</div>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Einzelnachweise">Einzelnachweise</h2></div>

<li id="cite_note-Birnboim-1">↑ <a href="#cite_ref-Birnboim_1-0">a</a> <a href="#cite_ref-Birnboim_1-1">b</a> H. C. Birnboim, J. Doly: A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. In: Nucleic Acids Res. (1979), Band 7(6), S. 1513–23. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/388356?dopt=Abstract">PMID 388356</a>; <a rel="nofollow" class="external text" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC342324/">PMC 342324</a> (freier Volltext).

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<li id="cite_note-2"><a href="#cite_ref-2">↑</a> B. Hirt: Selective extraction of polyoma DNA from infected mouse cell cultures. In: Journal of molecular biology. Band 26, Nummer 2, Juni 1967, S. 365–369, <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/4291934?dopt=Abstract">PMID 4291934</a>.

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<li id="cite_note-3"><a href="#cite_ref-3">↑</a> H. Yoshikawa, F. Dogruman-Al, F. Dogruman-Ai, S. Turk, S. Kustimur, N. Balaban, N. Sultan: Evaluation of DNA extraction kits for molecular diagnosis of human Blastocystis subtypes from fecal samples. In: Parasitology research. Band 109, Nummer 4, Oktober 2011, S. 1045–1050, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1007/s00436-011-2342-3">10.1007/s00436-011-2342-3</a>, <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21499752?dopt=Abstract">PMID 21499752</a>.

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<li id="cite_note-4"><a href="#cite_ref-4">↑</a> J. J. Doyle, J. L. Doyle: A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. In: Phytochem. Bull. (1987), Band 19, S. 11–15.

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<li id="cite_note-DOI10.2307/1223408-5"><a href="#cite_ref-DOI10.2307/1223408_5-0">↑</a> David V. Jobes, David L. Hurley, Leonard B. Thien: Plant DNA isolation: a method to efficiently remove polyphenolics, polysaccharides, and RNA. In: TAXON. 44, 2019, S. 379, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.2307/1223408">10.2307/1223408</a>.

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<li id="cite_note-6"><a href="#cite_ref-6">↑</a> T. Dey, S. Saha, T. N. Dhar, S. Adhikary, P. Ghosh: Optimization and comparison of efficiency between two DNA isolation protocols in Cymbopogon species. In: General and Applied Plant Physiology (2010). Band 36, S. 232–238. (<a rel="nofollow" class="external text" href="http://www.bio21.bas.bg/ipp/gapbfiles/v-36/GAPP_v36_3-4_232-238.pdf">PDF</a>).

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<li id="cite_note-7"><a href="#cite_ref-7">↑</a> S. Adhikari, S. K. Chattopadhyay, P. D. Ghosh: A simplified high yielding miniprep genomic DNA extraction protocol for three chemotypically different plant species. In: Indian Journal of Biotechnology (2012), Band 11, S. 337–340, (<a rel="nofollow" class="external text" href="http://nopr.niscair.res.in/bitstream/123456789/14578/3/IJBT%2011(3)%20337-340.pdf">PDF</a>).

</li>

<li id="cite_note-8"><a href="#cite_ref-8">↑</a> P. Piper: Isolation of yeast DNA. In: Methods in molecular biology. Band 53, 1996, S. 103–107, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1385/0-89603-319-8%3A103">10.1385/0-89603-319-8:103</a>, <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8924971?dopt=Abstract">PMID 8924971</a>.

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<li id="cite_note-9"><a href="#cite_ref-9">↑</a> L. Fauchery, S. Uroz, M. Buée, A. Kohler: Purification of Fungal High Molecular Weight Genomic DNA from Environmental Samples. In: Methods in molecular biology. Band 1775, 2018, S. 21–35, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1007/978-1-4939-7804-5_3">10.1007/978-1-4939-7804-5_3</a>, <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/29876806?dopt=Abstract">PMID 29876806</a>.

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<li id="cite_note-Marmur-10"><a href="#cite_ref-Marmur_10-0">↑</a> J. Marmur: A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from micro-organisms. In: Journal of Molecular Biology. 3, 1961, S. 208, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1016/S0022-2836%2861%2980047-8">10.1016/S0022-2836(61)80047-8</a>.

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<li id="cite_note-11"><a href="#cite_ref-11">↑</a> J. Marmur: This week's citation classic. In: Current Contents (1991), Band 34, Heft 36. S. 11–12. <a rel="nofollow" class="external text" href="http://garfield.library.upenn.edu/classics1991/A1991GB94800002.pdf">(PDF)</a>.

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<li id="cite_note-12"><a href="#cite_ref-12">↑</a> K. L. Greathouse, R. Sinha, E. Vogtmann: DNA extraction for human microbiome studies: the issue of standardization. In: Genome biology. Band 20, Nummer 1, 10 2019, S. 212, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1186/s13059-019-1843-8">10.1186/s13059-019-1843-8</a>, <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/31639026?dopt=Abstract">PMID 31639026</a>, <a rel="nofollow" class="external text" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6802309/">PMC 6802309</a> (freier Volltext).

</li>

<li id="cite_note-DOI10.1038/protex.2018.084-13"><a href="#cite_ref-DOI10.1038/protex.2018.084_13-0">↑</a> Francisco Salvà Serra, Francisco Salvà-Serra, Liselott Svensson-Stadler, Antonio Busquets, Daniel Jaén-Luchoro, Roger Karlsson, Edward R. B. Moore, Margarita Gomila: A protocol for extraction and purification of high-quality and quantity bacterial DNA applicable for genome sequencing: a modified version of the Marmur procedure.. In: Protocol Exchange. 2018, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1038/protex.2018.084">10.1038/protex.2018.084</a>.

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<li id="cite_note-14"><a href="#cite_ref-14">↑</a> J. M. Graham, D. Rickwood: Subcellular Fractionation: A Practical Approach. Oxford University Press, 1997. ISBN 978-0-19-159161-7.

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<li id="cite_note-Sacchi-15">↑ <a href="#cite_ref-Sacchi_15-0">a</a> <a href="#cite_ref-Sacchi_15-1">b</a> P. Chomczynski, N. Sacchi: Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction. In: <a href="Anal_Biochem" class="mw-redirect" title="Anal Biochem">Anal Biochem</a>. (1987) 162(1):156-9. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/2440339?dopt=Abstract">PMID 2440339</a>.

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<li id="cite_note-16"><a href="#cite_ref-16">↑</a> P. Chomczynski, K. Mackey, R. Drews, W. Wilfinger: DNAzol: a reagent for the rapid isolation of genomic DNA. In: BioTechniques. Band 22, Nummer 3, März 1997, S. 550–553, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.2144/97223pf01">10.2144/97223pf01</a>, <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9067036?dopt=Abstract">PMID 9067036</a>.

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<li id="cite_note-Boom_1990-17">↑ <a href="#cite_ref-Boom_1990_17-0">a</a> <a href="#cite_ref-Boom_1990_17-1">b</a> R. Boom, C. J. Sol, M. M. Salimans, C. L. Jansen, P. M. Wertheim-van Dillen, J. van der Noordaa: Rapid and simple method for purification of nucleic acids. In: Journal of clinical microbiology. Band 28, Nummer 3, März 1990, S. 495–503, <a href="Internationale_Standardnummer_f%C3%BCr_fortlaufende_Sammelwerke" title="Internationale Standardnummer für fortlaufende Sammelwerke">ISSN</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://zdb-katalog.de/list.xhtml?t=iss%3D%220095-1137%22&key=cql">0095-1137</a>. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1691208?dopt=Abstract">PMID 1691208</a>. <a rel="nofollow" class="external text" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC269651/">PMC 269651</a> (freier Volltext).

</li>

<li id="cite_note-Boom-18"><a href="#cite_ref-Boom_18-0">↑</a> R. Boom, C. Sol, M. Beld, J. Weel, J. Goudsmit, P. Wertheim-van Dillen: Improved silica-guanidiniumthiocyanate DNA isolation procedure based on selective binding of bovine alpha-casein to silica particles. In: Journal of clinical microbiology. Band 37, Nummer 3, März 1999, S. 615–619, <a href="Internationale_Standardnummer_f%C3%BCr_fortlaufende_Sammelwerke" title="Internationale Standardnummer für fortlaufende Sammelwerke">ISSN</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://zdb-katalog.de/list.xhtml?t=iss%3D%220095-1137%22&key=cql">0095-1137</a>. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9986822?dopt=Abstract">PMID 9986822</a>. <a rel="nofollow" class="external text" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC84491/">PMC 84491</a> (freier Volltext).

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<li id="cite_note-19"><a href="#cite_ref-19">↑</a> M. A. Marko, R. Chipperfield, H. C. Birnboim: A procedure for the large-scale isolation of highly purified plasmid DNA using alkaline extraction and binding to glass powder. In: Anal Biochem. (1982), Band 121(2), S. 382–7. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/6179438?dopt=Abstract">PMID 6179438</a>.

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<li id="cite_note-Borodina-20">↑ <a href="#cite_ref-Borodina_20-0">a</a> <a href="#cite_ref-Borodina_20-1">b</a> T. A. Borodina, <a href="Hans_Lehrach" title="Hans Lehrach">H. Lehrach</a>, A. V. Soldatov: DNA purification on homemade silica spin-columns. In: Anal Biochem. (2003), Band 321(1), S. 135–7. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12963065?dopt=Abstract">PMID 12963065</a>.

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<li id="cite_note-21"><a href="#cite_ref-21">↑</a> M. Beld, C. Sol, J. Goudsmit, R. Boom: Fractionation of nucleic acids into single-stranded and double-stranded forms. In: Nucleic acids research. Band 24, Nummer 13, Juli 1996, S. 2618–2619, <a href="Internationale_Standardnummer_f%C3%BCr_fortlaufende_Sammelwerke" title="Internationale Standardnummer für fortlaufende Sammelwerke">ISSN</a> <a rel="nofollow" class="external text" href="https://zdb-katalog.de/list.xhtml?t=iss%3D%220305-1048%22&key=cql">0305-1048</a>. <a class="external mw-magiclink-pmid" rel="nofollow" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8692706?dopt=Abstract">PMID 8692706</a>. <a rel="nofollow" class="external text" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC145977/">PMC 145977</a> (freier Volltext).

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